Anfibios de la transición Andino-Amazónica del departamento del Caquetá - Proyecto Colombia BIO

Registros

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Gutiérrez-Lamus D L (2023): Anfibios de la transición Andino-Amazónica del departamento del Caquetá - Proyecto Colombia BIO. v2.7. Instituto Amazónico de Investigaciones Científicas - SINCHI. Dataset/Occurrence. https://doi.org/10.15472/0krsuy

Derechos

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El publicador y propietario de los derechos de este trabajo es Instituto Amazónico de Investigaciones Científicas - SINCHI. This work is licensed under a Creative Commons Attribution Non Commercial (CC-BY-NC) 4.0 License.

Registro GBIF

Este recurso ha sido registrado en GBIF con el siguiente UUID: 7b8bb6b4-b245-4079-ad21-89d5e9d4aa0f.  Instituto Amazónico de Investigaciones Científicas - SINCHI publica este recurso, y está registrado en GBIF como un publicador de datos avalado por Colombian Biodiversity Information System.

Palabras clave

Transición Andino-Amazónica; Anfibios; Biodiversidad; Postconflicto; Caquetá; Colombia BIO; COLOMBIA_BIO; COLECCIONES; Occurrence; Specimen

Contactos

Cobertura geográfica

La transición Andino-Amazónica, iniciando en el departamento de Huila, municipio de Acevedo y descendiendo a lo largo del camino Andaki hasta el municipio de Belén de los Andaquíes en el departamento de Caquetá. Abarca desde el bosque de niebla hasta el piedemonte amazónico.

Cobertura taxonómica

Anfibios de los ordénes Anura y Gymnophiona.

Cobertura temporal

Datos del proyecto

Convenio especial de cooperación no. Fp44842-460-2016 celebrado entre Fiduprevisora s.a. - Fiduprevisora s.a., actuando como vocera y administradora del Fondo Nacional de Financiamiento para la ciencia, la tecnología y la innovación, Fondo Francisco José de Caldas y el Instituto Amazónico de Investigaciones Científicas - SINCHI. Aunar esfuerzos para caracterizar la diversidad de la transición Andino-Amazónica del Caquetá con participación comunitaria en el marco del programa Colombia BIO.

Personas asociadas al proyecto:

Métodos de muestreo

Para efectuar la búsqueda, captura y/u observación de anfibios, se realizaron recorridos utilizando el método de búsqueda libre por encuentro visual azaroso (Crump & Scott 1994, Guyer & Donnelly 2012). Los recorridos fueron principalmente nocturnos, ya que durante el día se procesaba el material colectado la noche anterior o se realizaban los desplazamientos hacia el siguiente campamento. Ocasionalmente los auxiliares realizaron muestreos diurnos de reptiles y larvas de anfibios. Se hicieron búsquedas en la hojarasca, en la vegetación de los estratos rasante y sotobosque, en la vegetación de borde de ríos y caños, en el suelo, en pozos y pastizales. El protocolo de muestreo incluyó perturbar el sustrato para detectar los individuos de hojarasca y la búsqueda desde el suelo hasta los 2 metros de altura aproximadamente, los individuos fueron capturados manualmente y depositados en bolsas de tela numeradas para su posterior identificación en el campamento. Se recolectaron ejemplares voucher de cada campamento asegurando contar, en lo posible, con ejemplares adultos. A todos los ejemplares recolectados se les describió el patrón de coloración y los datos habituales de hábitat, microhábitat y coordenadas. La mayor parte de los ejemplares fueron fotografiados y a algunos ejemplares se les tomó muestra de tejido para Barcode. Los anfibios recolectados fueron sacrificados con una sobredosis de cloretona; los anfibios más grandes (p. ej. Leptodactylus) fueron sacrificados al frotarles garocaina 10% y posteriormente fueron fijados en formaldehído al 10% durante 15 días. En el laboratorio, todos los ejemplares fueron lavados con agua para ser preservados en alcohol al 70%. El material lavado fue identificado en su mayoría hasta especie con ayuda de literatura especializada y de taxónomos especialistas como John D. Lynch y Marco Rada.

Descripción de la metodología paso a paso:

1. Se siguió el protocolo de colecta y procesamiento de material herpetológico diseñado para las colecciones Anfibios Sinchi y Reptiles Sinchi, el cual se transcribe a continuación con ligeras modificaciones.
2. Muestreo herpetológico, materiales y equipo: Linternas de cabeza · Bolsas de tela grandes, medianas y pequeñas · Gancho herpetológico · Pinza herpetológica · Gancho en L para remoción de sustrato · Jamas (redes) para larvas · Bolsas plásticas · GPS · Libreta de campo · Lápiz · Un juego de pilas adicionales para el GPS, las linternas de cabeza y la grabadora · Equipo de grabación (Grabadora, audífonos, micrófono) · Estación meteorológica portátil · Cámara fotográfica.
3. Antes de iniciar los muestreos se hizo un recorrido de reconocimiento del lugar que permitiera identificar sitios en los que potencialmente se encuentran los anfibios. Se empleó la búsqueda libre nocturna de anfibios y se complementaron con recorridos diurnos con el fin de capturar animales que tienen otro tiempo de actividad. El muestreo nocturno se realizó en promedio durante 4 horas.
4. Una vez localizado el ejemplar, se procedió a capturarlo con las manos o con la jama (larvas) para depositarlo en una bolsa de tela o en una bolsa plástica. Cada bolsa de tela estaba numerada, facilitando su identificación y evitando confusiones en el registro de los datos ecológicos de cada ejemplar.
5. Al finalizar la jornada de muestreo los colectores entregaron las bolsas, con o sin ejemplares, a los investigadores Sinchi, quienes revisaron los contenidos de las bolsas y se aseguraron de que los ejemplares se encontraban en buenas condiciones hasta el día siguiente. Los anfibios se mantuvieron con las bolsas de tela húmedas, en un lugar protegido del calor y el viento.
6. Registro de datos en campo: En lo posible, a cada espécimen capturado se le registraron datos ecológicos del sustrato en el que fue capturado, su relación con los cuerpos de agua (posición horizontal), la altura a la que fue encontrado (posición vertical) y se estaba cantando o en amplexo.
7. Registro fotográfico: A partir de las 8:00 a.m. iniciaba la jornada fotografiando los ejemplares capturados la noche anterior. Para evitar confusiones entre las fotografías y los especímenes se registraba el número de la bolsa en el cual estaba el individuo, la especie o morfo corresponidente y el número de las fotos tal y como las almacena la cámara fotográfica.
8. Descripción de individuos, materiales: Formatos de campo · Rapidógrafo. En el formato de campo se le asignó un número consecutivo de colector a cada ejemplar colectado. Cuando la especie era conocida, se consignó su nombre al lado del número del colector. Luego se procedió con la descripción de la coloración del ejemplar, iniciando por el dorso (coloración, presencia o ausencia de marcas y/o patrones definidos), luego los flancos, las extremidades, el vientre y la gula.
9. Sacrificio, materiales:· Cloretona · Alcohol 100% · Xilocaina Garocaína gel 10% · Jeringas de 1 c.c., 3 c.c., 5 c.c · Guantes de nitrilo. Se sacrificaron por inmersión en una solución anestésica de cloretona, con el objeto de que los animales no sufran, o por la aplicación dérmica de garocaina en los ejemplares de mayor tamaño.
10. Toma de muestras de tejido, materiales: · Guantes de látex · Cuchillas desechables · Pinzas · Tubos eppendorf · Alcohol grado molecular · Alcohol al 70% · Stickers · Lápiz o rapidógrafo. Una vez detenida la actividad cardíaca, se tomó una muestra de tejido a por lo menos 5 ejemplares de cada especie (o morfo) en las diferentes estaciones de muestreo. La muestra se depositó en un tubo eppendorf con alcohol grado molecular y se marcó con un sticker y el número consecutivo del colector. Para la toma de cada muestra se utilizaron guantes, una cuchilla nueva y una pinza previamente esterilizada. Todas las cuchillas usadas fueron depositadas en un guardián y traídas de regreso a Bogotá para su adecuada disposición como residuo peligroso.
11. Fijación de materiales: · Bandejas plásticas con tapa y de fondo liso (sin alto relieve) · Pañitos o toallas húmedas totalmente lisas · Formol al 10% · Pinzas · Agujas · Guantes.
12. Una vez que la actividad cardiaca se detuvo y después de tomar la muestra de tejido, los ejemplares se pasaron a la bandeja plástica cubierta con pañitos húmedos saturados con formol al 10% y se les flexionaron las extremidades, se les extendieron los dedos y las membranas digitales. A los individuos grandes se le inyectó formol al 10% en los muslos y el estómago. Una vez en la bandeja, se les acomodan los dedos y se extienden muy bien las membranas interdigitales. Adiconalmente, a los anfibios grandes se les inyectó formol al 10% en el vientre y en las extremidades antes de organizarlos en la bandeja.
13. En la bandeja saturada con formol pasaron una noche. Al día siguiente, antes de iniciar con la nueva jornada de trabajo, se les amarró la etiqueta del colector y se almacenaron sumergidos en un balde o cantina (de tapa hermética) con formol al 10%, en donde permanecieron durante 15 días.
14. Transcurridos los 15 días se procedió a eliminar el exceso de formol de los ejemplares colectados dejándolos inmersos en agua durante tres días. El agua de lavado se cambió a diario. Al cabo de estos tres días, se les punzó el vientre con una aguja para extraer el agua absorbida. Después de eliminar el exceso de formol, los especímenes se mantiene en alcohol de lavado (70%) en donde permanecieron hasta su catalogación.

Datos de la colección

Referencias bibliográficas

1. CRUMP, M. L. & N. J. SCOTT. 1994. Visual encounter surveys. Pp. 84-92. En: HEYER, W. R., DONNELLY, M. A., MCDIARMID, R. W., HAYEK, L. C. & FOSTER, M. S. (eds.). Measuring and monitoring biological diversity, standard methods for amphibians. Smithsonian Institution Press, Washington, DC.
2. GUYER, C., & M. A. DONNELLY. 2012. Visual encounter surveys. En: R. W. McDiarmid, M. S. Foster, C. Guyer, J. W. Gibbons, & N. Chernoff (eds.). Reptile Biodiversity Standard Methods for Inventorying and Monitoring, pp. 218–220. University of California Press, USA.

Metadatos adicionales