Cambios ultraestructurales de células espermáticas de capitán de la sabana Eremophilus mutisii sometidas a criopreservación

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Dirección de Investigación y Gestión del Conocimiento, U.D.C.A (2020): Cambios ultraestructurales de células espermáticas de capitán de la sabana Eremophilus mutisii sometidas a criopreservación. v1. Universidad de Ciencias Aplicadas y Ambientales (U.D.C.A). Dataset/Occurrence. https://doi.org/10.15472/y8bi05

Rights

Researchers should respect the following rights statement:

The publisher and rights holder of this work is Universidad de Ciencias Aplicadas y Ambientales U.D.C.A. This work is licensed under a Creative Commons Attribution Non Commercial (CC-BY-NC) 4.0 License.

GBIF Registration

This resource has been registered with GBIF, and assigned the following GBIF UUID: cda2f7df-8cc7-47ff-b7d1-44592bb4b688.  Universidad de Ciencias Aplicadas y Ambientales U.D.C.A publishes this resource, and is itself registered in GBIF as a data publisher endorsed by Colombian Biodiversity Information System.

Keywords

Specimen; Observation; Criporeservación; ultraestructura; PERMISO_COLECTA

External data

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Contacts

Geographic Coverage

Represa del Sisga, municipio Chocontá.

Taxonomic Coverage

Pez, nombre común Capitán de la Sabana Familia:Trychomicteridae Genero:Eremophilus Especie: Eremophilus mutisii

Temporal Coverage

Project Data

El Capitán de la Sabana (Eremophilus mutisii) como especie endémica del centro de Colombia,por el estatus de Vulnerable, por su importancia ecológica en cuerpos de agua fría y por la poca información existente, genera importantes retos investigativos. Con el fín de formar un bancogenético de buena calidad para contribuir a la conservación de la especie, este trabajo tiene como objetivo general, conocer las características del semen y de los espermatozoides de Capitán de la Sabana, Eremophilus mutisii, así como describir las alteraciones ultraestructurales ocasionadas por el proceso de criopreservación. La constitución de bancos de germoplasma de especies amenazadas ha sido una medida eficiente adoptada en varios países, tornándose en una herramienta fuerte de conservación, especialmente cuando se observa la cantidad numerosa de especies con alto riesgo de extinción. Para esto se realizará una descripción ultraestructural de los espermatozoides a nivel de microscopia electrónica de transmisión (MET). Posteriormente se evaluará cual de 3 diluyentes propuestos (DMSO, Metanol o Dimetilacetamida-DMA) y 3 tiempos de duración de la congelación (1, 30 y 180 días), afecta menos la morfología y calidad de los espermatozoides.

The personnel involved in the project:

Sampling Methods

Los ejemplares serán muestreados acogiendo los protocolos de manejo ético de animales en lo referente a sujeción, sedación y toma de muestras de acuerdo a lo establecido en The International Council for Laboratory Animal Science (Close et al., 1997). Los ejemplares serán transportados en cajas plásticas con buena calidad y cantidad de agua, en vehículos acondicionados hasta las instalaciones de la U.D.C.A. Con el fin de lograr la domesticación de los peces, se adecuarán tanques plásticos de 250 y 500 litros para su mantenimiento adecuado.Una vez acondicionados los peces, serán acostumbrados al consumo de dietas secas mediante el suministro de alimento balanceado comercial para peces, con un nivel proteico de 38% de PB y un tasa alimenticia del 2% del peso vivo, distribuido en dos raciones diarias. Los pescadores de la región, son personas experimentadas en la captura de estos especímenes, utilizando como arte de pesca anzuelo y como carnada lombriz de tierra.

Method step description:

1. Colecta de semen Ejemplares de Eremophilus mutisii machos adultos y maduros sexualmente (que liberen semen al realizar presión hacia la papila urogenital) serán seleccionados del plantel de reproductores y mantenidos en tanques plásticos de 500 litros con temperatura promedio de 15 grados centígrados. La eyaculación será estimulada aplicando Extracto de Pituitaria de Carpa (EPC) en una única aplicación intramuscular correspondiente a 4 mg de EPC/Kg de peso del reproductor. Transcurridas 24 horas, los animales serán anestesiados con MS-222 a una concentración de 200 ppm hasta que el animal alcance el estado profundo de anestesia, esto con el objetivo de minimizar el estrés del animal y garantizando el bienestar animal. Posteriormente los animales serán sometidos a masajes abdominales en sentido cráneo-caudal para estimular la liberación del semen. Los animales deben estar completamente secos en la región abdominal para evitar contaminaciones con materia fecal y/o orina y evitar la activación espermática por contacto con agua. Criopreservación de Semen De por lo menos 10 machos, será colectado el semen para formar un “pool” para la realización de los experimentos. Cada una de las 3 soluciones crioprotectoras serán preparadas y homogeneizadas con el “pool” de semen, Las 3 muestras serán mantenidas en reposo por 10 minutos a temperatura ambiente y protegidas de la luz. Posteriormente, se tomarán 10uL de cada muestra y se activará con 100uL de agua destilada, para evaluar la motilidad espermática (% y duración). Serán utilizadas 6 soluciones crioprotectoras así: Diluyente 1: Dimetilsulfoxido (DMSO) (10%) + Yema de Huevo de Gallina (6%) + Glucosa (6%). Diluyente 2: Dimetilsulfoxido (DMSO) (10%) + Glucosa (6%). Diluyente 3: Metanol (10%) + Yema de Huevo de Gallina (6%) + Glucosa (6%). Diluyente 4: Metanol (10%) + Glucosa (6%). Diluyente 5: Dimetil Acetamida (DMA) (8%) + Yema de Huevo de Gallina (6%) + Glucosa (6%) Diluyente 6: Dimetil Acetamida (DMA) (8%) + Glucosa (6%) Las soluciones crioprotectoras serán preparadas una hora antes de la dilución con el semen para que haya estabilización de los crioprotectores y término de las reacciones exotérmicas perjudiciales a las células espermáticas. El “pool” de semen será adicionado en cada solución crioprotectora en proporción 1:6 (v/v, semen : solución crioprotectora) y posteriormente, por aspiración, será envasado en pajillas de 0,5 mL. Las pajillas serán colocadas en “raks” y almacenadas en termo de vapor de nitrógeno, durante 1 hora, posteriormente, las pajillas serán trasladadas a un termo de nitrógeno líquido de almacenamiento, donde permanecerán durante 1 día, 1 mes y 6 meses. Después de cada uno de los tres tiempos de conservación, las pajillas serán descongeladas a 30 grados centígrados durante 10 segundos en las cuales será evaluada la motilidad de cada una de ellas, siguiendo el protocolo descrito anteriormente y de cada solución criopreservante. Al día 1, día 30 y día 180, será tomada una pajilla descongelada, para fijarla y procesarla en la rutina de microscopia Electrónica de Transmisión, con el fin de evaluar las posibles malformaciones en los espermatozoides ocasionadas por las soluciones criopreservantes y por el tiempo de congelación.

Collection Data

Additional Metadata