Filogeografia mitocondrial y nuclear de la Tangara rosada Rhodinocichla rosea (Lesson, 1832): el efecto del aislamiento geográfico y el nicho ecológico en los procesos de divergencia evolutiva.

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Molina Martínez & Moreno - Palacios (2020). Muestras de sangre de individuos capturados del proyecto "Filogeografia mitocondrial y nuclear de la Tangara rosada Rhodinocichla rosea (Lesson, 1832): el efecto del aislamiento geográfico y el nicho ecológico en los procesos de divergencia evolutiva". Universidad de Ibagué.

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Keywords

Tangara rosada; Rhodinocichlidae; filogenia; filogeografia; variación acústica; PERMISO_COLECTA; Occurrence; Observation

External data

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Contacts

Geographic Coverage

Las localidades para el muestreo de sangre, incluyen los departamentos del Tolima, Cundinamarca, La Guajira y Magdalena.

Taxonomic Coverage

Todas las muestras corresponden a la especie Rhodinocichla rosea

Temporal Coverage

Project Data

El complejo de especies Rhodinocichla rosea se distribuye de manera discontinua desde el noroccidente de México, pasando por Costa Rica, Panamá y Colombia, hasta el norte de Venezuela. Todas las poblaciones de la especie se encuentran aisladas y han resultado en el reconocimiento de al menos cinco subespecies. Aunque un análisis previo muestra que cada población de la especie puede presentar caracteres morfológicos diagnosticables, ciertamente solo las poblaciones mexicanas son morfológicamente distinguibles, mientras que las demás pueden presentar caracteres solapados. Por tanto, no existen evidencias claras que justifiquen el reconocimiento de un linaje diferente en cada población y en consecuencia una subdivisión del género. De igual manera, la evidente diferenciación morfológica de las poblaciones mexicanas frente a las de Centro y Sur América advierte la posibilidad de que estas correspondan a un taxón diferente, mientras que las poblaciones en Colombia podrían probar ser la misma subespecie. Esta información, sumada al aislamiento geográfico aparente, sugiere la necesidad de una revisión detallada de las poblaciones de esta especie, a través del análisis de caracteres de alta resolución. Una herramienta importante con la cual se puede dilucidar la divergencia genética en taxones bajos (especie y población), es encontrar las secuencias de nucleótidos de regiones hipervariables del DNA nuclear o mitocondrial y compararlas entre poblaciones. Por tal motivo, la estimación de la variación molecular entre las poblaciones de R. rosea es necesaria para establecer el grado de diferenciación genética entre ellas, con el objetivo de confirmar la validez de las subespecies reconocidas, así como discutir estas características con aquellas morfológicas documentadas en la literatura, dilucidar las relaciones entre las poblaciones y detectar variaciones suficientes para formular potenciales cambios en la taxonomía del género. El presente estudio, pretende analizar las secuencias nucleotídicas provenientes de varios marcadores moleculares, tanto nucleares (Fib 7, GAPHD y TGF) como mitocondriales (ND2, COI, cyt b) de la Tangara rosa (R. rosea) en toda su área de distribución, con el fin de desarrollar análisis filogenéticos y filogeográficos que permitan vislumbrar los procesos divergencia evolutiva en esta especie, los eventos históricos que los promovieron y evaluar el estatus taxonómico de las poblaciones para dar sugerencias que puedan ser relevantes para programas de conservación.

The personnel involved in the project:

Sampling Methods

Captura de individuos: Para la captura de individuos se escogerán diferentes municipios donde se han encontrado reportes de la especie y que implicarían áreas de distribución discontinua dentro de Colombia. En cada punto de muestreo se abrirán diferentes redes de niebla abiertas desde las 6:00 am hasta la 5:00 pm, durante máximo tres días o hasta alcanzar un total de muestras de sangre de diez individuos. Los individuos capturados serán puestos en bolsas de tela para su posterior medición morfometrica y serán tratados con los estándares de ética y manejo internacionales para evitar su muerte. En campo se tomarán datos de cada individuo registrando la siguiente información: localidad, coordenadas, altitud, fecha, número de captura, determinación taxonómica, coloración de la partes blandas (iris, patas, pico, partes de piel desnuda), sexo, edad, estado reproductivo, cantidad de grasa en la fúrcula y flancos, y estado del plumaje siguiendo los parámetros de Wunderle (1994), Ralph et al. (1996) y Pyle (1997) en el caso del estado reproductivo y la muda. También se registraran medidas morfométricas como: peso, culmen, rictus, altura del pico, longitud de la cola, longitud del tarso y longitud del ala entre otros (Villarreal et al. 2004).

Method step description:

1. Toma de muestras y extracción de DNA: Se capturaran individuos en campo de cada población conocida de R. rosea a través de su rango de distribución en Colombia. De cada individuo se tomarán muestras de sangre entre 50 – 150 ul de la vena tibio – tarsal con agujas descartables de 13 x 0.45 mm y tubos microcapilares heparinizados. . Para su traslado las muestras serán preservadas a temperatura ambiente, en tubos eppendorf de 1.5 ml que contendrán alcohol absoluto e depositadas en refrigeración. En el laboratorio las muestras serán sometidas a digestión con proteinasa K y el ADN total será extraído siguiendo método Fenol-Cloroformo-Alcohol isoamílico (Sambrook y Russell 2001). El ADN recuperado será conservado en TE a 4°C hasta su procesamiento.
2. Con el fin de obtener un mayor número de muestras y abarcar todo el rango de distribución de la especie que incluya localidades en Venezuela, Panama y México, se solicitaran muestras de tejidos, sangre, o plumas a diferentes museos tales como Instituto de Ciencias Naturales, Universidad Nacional de Colombia, Bogotá, Colombia (ICN); Banco de Tejidos, Museo de Historia Natural de la Universidad de los Andes, Bogotá, Colombia (ANDES-BT); Instituto Alexander von Humboldt, Villa de Leiva, Colombia (IAvH); American Museum of Natural History, New York, USA (AMNH); Smithsonian Institution, National Museum of Natural History, Washington, USA (USNM). Para la extracción del DNA de este material se empleará el Kit de extracción DNaesy (Qiagen, Valencia, CA, USA) siguiendo los protocolos de fábrica.
3. Método de amplificación: Con las muestras de DNA serán amplificados tres genes mitocondriales que codifican a proteínas (ND2, COI, cyt b) y tres intrones nucleares (Fib 7, GAPHD y TGF). Estos marcadores fueron escogidos principalmente por haber sido previamente en estudios que involucraban la especie o han sido ampliamente utilizados en aves paseriformes (Seutin y Bermingham 1997, Weir et al. 2009, Baker et al. 2013).
4. La reacción de la cadena de la polimerasa (PCR) será realizada en 25 µL, conteniendo 2,5 µL de tampón 10X (Pharmacia), 1 µL de mezcla de dNTP (2 µM de cada uno), 0,2 U de Taq polimerase (Pharmacia), 1 µL de cada primer (10 µM, Tabla 1) e 25-50 ng de DNA. La PCR incluirá aproximadamente 2-5 min de pré-calentamiento de 94-95 ºC seguido por 35-40 ciclos de 30 s de desnaturalización a 94 ºC, 45 s de hibridización (temperaturas na) e 45 s de extención a 72 ºC. El proceso de secuenciamiento será realizado a través de una empresa especializada en este servicio.
5. Análisis genéticos, filogenéticos y filogeográficos: Los electroferogramas obtenidos de la secuenciación serás editados, las secuencias emparejadas (contigs) serán montadas usando el programa Codoncode Aligner 3.7.1 (Codoncode Inc.). Posteriormente las secuencias serán alineadas en el mismo programa empleando el método CLUSTAL W (Higgins et al. 1994). Todos los alineamientos serán inspeccionados y corregidos visualmente. Los sitios heterocigotos de los genes nucleares serán codificados de acuerdo con el código IUPAC (International Union of Pure and Applied Chemistry).
6. La fase gamética de los individuos heterocigotos será resuelta empleando el algoritmo PHASE (Stephens et al. 2001) con las configuraciones predefinidas en DNAsp 5.1 (Librado e Rozas 2009), asumiendo una probabilidad mínima de 0,70 (Harrigan et al. 2008). Adicionalmente será probada la existencia de una señal de recombinación en las secuencias nucleares utilizando el test PHI en el programa SPLITSTREE 4 (Bruen et al. 2006; Huson y Bryant 2006). El número mínimo de eventos de recombinación será estimado (Hudson e Kaplan 1985) en DNAsp 5.1. Los fragmentos sin señal de recombinación serán identificados por four-gamete test (Hudson e Kaplan 1985) implementado también DNAsp 5.1.
7. Las matrices de las secuencias mitocondriales y nucleares serán empleadas para la construcción de los arboles filogenéticos utilizando la máxima verosimilitud y el programa Paup* 4.0b10 (Swofford, 2002). Estas mismas matrices serán utilizadas por separado para la construcción de redes de haplotipos por el método median joining en el programa NETWORK versión 4.5.1. (www.fluxus-engineering.com). Diversos estimadores de diversidad genética serán calculados para cada localidad utilizando el programa DNAsp 5.1: diversidad de nucleótidos Pi (π), diversidad de haplotipos (Hd), el número de haplotipos (h) y número de sitios segregantes (S) (Nei 1987). Para probar la existencia de desvíos significativos de la hipótesis nula de evolución neutra y del tamaño constante poblacional se llevaran a cabo las pruebas D de Tajima (Tajima 1989) y Fs de Fu (Fu 1997).
8. La estrutura populacional será evaluada para los marcadores nucleares a través del programa STRUCTURE 2.3.4 (Pritchard et al. 2000) y para los mitocondriales mediante un análisis de variancia molecular - AMOVA (Excoffier et al. 1992) utilizando el software Arlequin 3.5.1.3. (Excoffier e Lischer 2010). Con el fin de estimar los tiempos de divergencia se realizará un análisis bayesiano en programa BEAST v1.8.2. (Drummond et al. 2012).
9. Para evaluar efecto del aislamiento geográfico, a partir de las secuencias obtenidas se construirá la matriz de distancias genéticas calculando la diferencia genética entre pares a nivel poblacional la formula FST/(1-FST) (Slatkin 1995) utilizando el programa Arlequin 3.5 (Excoffier e Lischer 2010). Las distancias geográficas serán calculadas a partir del programa ArcMap 10.1. (ESRI 2011). Para establecer la relación entre las distancias geográficas y genéticas se llevará a cabo un test de Mantel, utilizando InfoStat (Di Rienzo et al. 2015).

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