Análisis de Integridad Biológica para el Distrito Regional de Manejo Integrado RUT Nativos.Convenio CVC- Univalle 108 de 2017

Versão mais recente publicado por Universidad del Valle em Feb 8, 2019 Universidad del Valle

Los Índices de Integridad Biológica (IIB) tienen en cuenta grupos naturales con alta capacidad de uso como indicadores de calidad ambiental, los cuales permiten descifrar factores ambientales tensionantes y ayudan a entender realidades complejas, a fin de mitigar los efectos de las intervenciones humanas sobre los ecosistemas naturales. En este sentido, el objetivo principal de esta investigación fue llevar a cabo el Análisis de Integridad Biológica para conocer el estado de conservación del Distrito Regional de Manejo Integrado RUT Nativos, teniendo en cuenta a los anfibios, reptiles, aves, mamíferos y plantas como bioindicadores.

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Corporación Autónoma Regional del Valle del Cauca - CVC y Universidad del Valle (2018): Análisis de Integridad Biológica en el Distrito Regional de Manejo Integrado RUT Nativos. Convenio 108 de 2017. Universidad del Valle. Disponible en: https://doi.org/10.15472/xipjew

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Palavras-chave

Occurrence; Observation; ecología; integridad; bioindicador; indices; areasprotegidad

Contatos

Quem criou esse recurso:

Wilmar Bolívar- García
Investigador principal
Universidad del Valle Calle 13 # 100-00 Cali Valle del Cauca CO
Eliana Barona Cortés
Coordinación técnica
Universidad del Valle Calle 13 #100-00 Cali Valle del Cauca CO
Alan Giraldo López
Coordinador general
Universidad del Valle Calle 13 # 100-00 Cali Valle del Cauca CO

Quem pode responder a perguntas sobre o recurso:

Wilmar Bolívar- García
Investigador principal
Universidad del Valle Calle 13 # 100-00 Cali Valle del Cauca CO

Quem preencher os metadados:

Wilmar Bolívar
Investigador principal
Universidad del Valle Calle 13 # 100-00 Cali Valle del Cauca

Quem mais foi associado com o recurso:

Pesquisador Principal
Wilmar Bolívar- García
Investigador principal
Universidad del Valle Calle 13 # 100-00 Cali Valle del Cauca CO
Provedor dos Metadados
Rosa Alexandra Duque Londoño
Interventoría
Corporación Autónoma Regional del Valle del Cauca Cra. 56 #11 - 36 Cali Valle del Cauca CO

Cobertura Geográfica

Colombia, Valle del Cauca, Municipio Toro, Vereda El Rín, Distrito de Manejo Integrado RUT Nativos

Coordenadas delimitadoras Sul Oeste [4.587, -76.116], Norte Leste [4.587, -76.111]

Cobertura Taxonômica

Nenhuma descrição disponível

Espécie  Acacia farnesiana (L.) Willd.,  Acalypha diversifolia Jacq.,  Acalypha macrostachya Jacq.,  Acalypha villosa Jacq.,  Achatocarpus nigricans Triana,  Aiphanes horrida (Jacq.) Burret,  Amazilia saucerottei (DeLattre & Bourcier, 1846),  Amazilia tzacatl (de la Llave, 1833),  Ammodramus humeralis (Bosc, 1792),  Amyris pinnata Kunth,  Anacardium excelsum (Bertero & Balb. ex Kunth) Skeels,  Annona muricata L.,  Anolis antonii Boulenger, 1908,  Anolis auratus Daudin, 1802,  Anthurium buganum Engl.,  Anthurium caucavallense Croat,  Anthurium scandens (Aubl.) Engl.,  Aphelandra glabrata Willd. ex Nees,  Aramides cajaneus (Müller, 1776),  Aristolochia ringens Vahl,  Armatocereus humilis (Britton & Rose) Backeb.,  Arremonops conirostris (Bonaparte, 1850),  Artibeus cf. aequatorialis Andersen, 1906,  Artibeus lituratus (Olfers, 1818),  Attalea butyracea (Mutis ex L. f.) Wess. Boer,  Basileuterus culicivorus (Deppe, 1830),  Basileuterus tristriatus (von Tschudi, 1844),  Boana xerophylla (Duméril and Bibrón, 1841),  Brosimum alicastrum Sw.,  Bubulcus ibis (Linnaeus, 1758),  Bunchosia pseudonitida Cuatrec.,  Byttneria cf. mollis Kunth,  Byttneria mollis Kunth,  Caladium bicolor (Aiton) Vent.,  Calopogonium mucunoides Desv.,  Camptostoma obsoletum (Temminck, 1824),  Capparis amplissima Lam.,  Carollia brevicauda (Schinz, 1821),  Carollia castanea H. Allen, 1890,  Carollia perspicillata (Linnaeus, 1758),  Casearia aculeata Jacq.,  Catasetum tabulare Lindl.,  Cathartes aura (Linnaeus, 1758),  Catharus ustulatus (Nuttall, 1840),  Catopsis sessiliflora (Ruiz & Pav.) Mez,  Cattleya quadricolor Lindl.,  Cecropia angustifolia Trécul,  Celtis iguanaea (Jacq.) Sarg.,  Cercomacra nigricans Sclater, 1858,  Cerdocyon thous (Linnaeus, 1766),  Chalybura buffonii (Lesson, 1832),  Chiococca alba (L.) Hitchc.,  Chiroderma salvini Dobson, 1878,  Chiroderma trinitatum Goodwin, 1958,  Chironectes minimus (Zimmermann, 1780),  Chlorostilbon melanorhynchus Gould, 1860,  Chordeiles minor (Forster, 1771),  Chrysophyllum argenteum Jacq.,  Cinnamomum triplinerve (Ruiz & Pav.) Kosterm.,  Cissampelos pareira L.,  Citharexylum kunthianum Moldenke,  Claravis pretiosa (Ferrari-Pérez, 1886),  Coereba flaveola (Linnaeus, 1758),  Coffea arabica L.,  Colaptes punctigula (Boddaert, 1783),  Columbina passerina (Linnaeus, 1758),  Columbina talpacoti (Temminck, 1809),  Contopus virens (Linnaeus, 1766),  Coragyps atratus (Bechstein, 1783),  Cordia alliodora (Ruiz & Pav.) Oken,  Coursetia caribaea (Jacq.) Lavin,  Cranioleuca erythrops (Sclater, 1860),  Croton gossypiifolius Vahl,  Crotophaga ani Linnaeus, 1758,  Crypturellus soui (Hermann, 1783),  Cuniculus paca (Linnaeus, 1766),  Cupania americana L.,  Cyanoloxia brissonii (Lichtenstein, 1823),  Cyclopogon elatus (Sw.) Schltr.,  Cyclopogon lindleyanus (Link, Klotzsch & Otto),  Cyperus rotundus L.,  Cyrtopodium paniculatum (Ruiz & Pav.) Garay,  Dalechampia cf. dioscoreifolia Poepp.,  Dasyprocta punctata Gray, 1842,  Dasypus novemcinctus Linnaeus, 1758,  Dendropsophus colombianus (Boettger, 1892),  Desmodus rotundus (É. Geoffroy, 1810),  Didelphis marsupialis Linnaeus, 1758,  Dimerandra emarginata (G. Mey.) Hoehne,  Dioclea guianensis Benth.,  Dysithamnus mentalis (Temminck, 1823),  Egretta thula (Molina, 1782),  Eira barbara (Linnaeus, 1758),  Elaenia flavogaster (Thunberg, 1822),  Elaenia frantzii Lawrence, 1865,  Enchisthenes hartii (Thomas, 1892),  Epidendrum lanipes Lindl.,  Epidendrum porquerense F. Lehm. & Kraenzl.,  Epidendrum rigidum Jacq.,  Eptesicus brasiliensis (Desmarest, 1819),  Erythrina poeppigiana (Walp.) O.F. Cook,  Eugenia biflora (L.) DC.,  Eugenia monticola (Sw.) DC.,  Eugenia procera (Sw.) Poir.,  Euphonia laniirostris D'Orbigny & Lafresnaye, 1837,  Euphonia xanthogaster Sundevall, 1834,  Euphorbia cotinifolia L.,  Ficus insipida Willd.,  Ficus obtusifolia Kunth,  Ficus zarzalensis Standl.,  Forpus conspicillatus (Lafresnaye, 1848),  Furcraea cabuya Trel.,  Garcia nutans Vahl,  Geophila macropoda (Ruiz & Pav.) DC.,  Gliricidia sepium (Jacq.) Kunth ex Walp.,  Glossophaga soricina (Pallas, 1766),  Gonatodes albogularis (Duméril & Bibron, 1836),  Gonolobus antennatus Schltr.,  Guapira myrtiflora (Standl.) Little,  Guarea guidonia (L.) Sleumer,  Guazuma ulmifolia Lam.,  Hamelia patens Jacq.,  Handleyomys,  Hemithraupis guira (Linnaeus, 1766),  Henicorhina leucophrys (von Tschudi, 1844),  Henicorhina leucosticta (Cabanis, 1847),  Herpetotheres cachinnans (Linnaeus, 1758),  Heterotaxis equitans (Schltr.) Ojeda & Carnevali,  Hylocereus costaricensis (F.A.C. Weber) Britton & Rose,  Icterus nigrogularis (Hahn, 1819),  Iguana iguana (Linnaeus, 1758),  Imantodes cenchoa Linnaeus, 1758,  Jacquiniella globosa (Jacq.) Schltr.,  Lacistema aggregatum (P.J. Bergius) Rusby,  Lantana camara L.,  Lantana canescens Kunth,  Lantana involucrata L.,  Lepidocolaptes souleyetii (Des Murs, 1849),  Leptodactylus fragilis (Brocchi, 1877),  Leptopogon superciliaris Tschudi, 1844,  Leptotila plumbeiceps Sclater & Salvin, 1868,  Leptotila verreauxi Bonaparte, 1861,  Leucostethus fraterdanieli (Silverstone, 1971),  Liotyphlops albirostris (Peters, 1857),  Lithobates catesbeianus (Shaw, 1802),  Lycoseris mexicana (L. f.) Cass.,  Machaerium capote Triana ex Dugand,  Machaerium polyphyllum Benth.,  Malacoptila mystacalis (Lafresnaye, 1850),  Malpighia glabra L.,  Manacus manacus (Linnaeus, 1766),  Mandevilla speciosa (Kunth) J.F. Morales,  Mastigodryas pleei (Duméril, Bibron & Duméril, 1854),  Megascops choliba (Vieillot, 1817),  Melanerpes rubricapillus (Cabanis, 1862),  Microcerculus marginatus (Sclater, 1855),  Milvago chimachima (Vieillot, 1816),  Mimosa albida Humb. & Bonpl. ex Willd.,  Mionectes oleagineus (Lichtenstein, 1823),  Molossus pretiosus Miller, 1902,  Molothrus bonariensis (Gmelin, 1789),  Molothrus oryzivorus (Gmelin, 1788),  Momotus aequatorialis Gould, 1858,  Monstera adansonii Schott,  Mustela frenata Lichtenstein, 1831,  Myiarchus apicalis Sclater & Salvin, 1881,  Myiobius atricaudus Lawrence, 1863,  Myiobius barbatus (Gmelin, 1789),  Myiobius villosus Sclater, 1860,  Myiodynastes maculatus (Müller, 1776),  Myiopagis gaimardii (D'Orbigny, 1840),  Myiopagis viridicata (Vieillot, 1817),  Myiophobus fasciatus (Müller, 1776),  Myiophobus flavicans (Sclater, 1860),  Myiornis atricapillus (Lawrence, 1875),  Myiothlypis coronata (Tschudi, 1844),  Myiothlypis coronata (von Tschudi, 1844),  Myiothlypis fulvicauda (Spix, 1825),  Myiozetetes cayanensis (Linnaeus, 1766),  Myrsine guianensis (Aubl.) Kuntze,  Neptunia plena (L.) Benth.,  Nyctidromus albicollis (Gmelin, 1789),  Ocotea veraguensis (Meisn.) Mez,  Oeceoclades maculata (Lindl.) Lindl.,  Ortalis columbiana Hellmayr, 1906,  Pachyramphus rufus (Boddaert, 1783),  Patagioenas cayennensis (Bonnaterre, 1792),  Paullinia fraxinifolia Triana & Planch.,  Pelexia olivacea Rolfe,  Peperomia blanda (Jacq.) Kunth,  Peperomia pereskiifolia (Jacq.) Kunth,  Petrea pubescens Turcz.,  Phaeomyias murina (von Spix, 1825),  Phaethornis syrmatophorus Gould, 1851,  Pheugopedius mystacalis (Sclater, 1860),  Philodendron elegans K. Krause,  Philodendron hederaceum (Jacq.) Schott,  Philodendron holtonianum Schott,  Phimosus infuscatus (Lichtenstein, 1823),  Phthirusa pyrifolia (Kunth) Eichler,  Phyllomyias plumbeiceps (Lawrence, 1869),  Piaya cayana (Linnaeus, 1766),  Picumnus granadensis Lafresnaye, 1847,  Pilea involucrata (Sims) Urb.,  Pionus menstruus (Linnaeus, 1766),  Piper aduncum L.,  Piper amalago L.,  Piranga rubra (Linnaeus, 1758),  Pisonia aculeata L.,  Pitangus sulphuratus (Linnaeus, 1766),  Pithecellobium dulce (Roxb.) Benth.,  Pithecoctenium crucigerum (L.) A.H. Gentry,  Plukenetia cf. volubilis L.,  Poecilotriccus sylvia (Desmarest, 1806),  Pogonotriccus ophthalmicus (Taczanowski, 1874),  Polioptila plumbea (Gmelin, 1788),  Ponera striata Lindl.,  Potos flavus (Schreber, 1774),  Pristimantis cf achatinus (Boulenger, 1898),  Procyon cancrivorus (G. [Baron] Cuvier, 1798),  Prosthechea livida (Lindl.) W.E. Higgins,  Psidium guineense Sw.,  Psittacara wagleri (Gray, GR, 1845),  Pygochelidon cyanoleuca (Vieillot, 1817),  Pyrocephalus rubinus (Boddaert, 1783),  Ramphocelus dimidiatus Lafresnaye, 1837,  Rattus rattus (Linnaeus, 1758),  Rhinella horribilis (Wiegmann, 1833),  Rhipsalis baccifera (Sol.) Stearn,  Rhynchocyclus olivaceus (Temminck, 1820),  Rodriguezia granadensis Rchb. f.,  Rupornis magnirostris (Gmelin, 1788),  Saltator striatipectus Lafresnaye, 1847,  Samanea saman (Jacq.) Merr.,  Sayornis nigricans (Swainson, 1827),  Scaphyglottis prolifera (Sw.) Cogn.,  Sciurus granatensis Humboldt, 1811,  Securidaca planchoniana Killip & Dugand,  Senna spectabilis (DC.) H.S. Irwin & Barneby,  Setophaga fusca (Müller, 1776),  Setophaga pitiayumi (Vieillot, 1817),  Sibon nebulatus (Linnaeus, 1758),  Sicalis flaveola (Linnaeus, 1766),  Spilotes pullatus (Linnaeus, 1758),  Spinus psaltria (Say, 1823),  Spondias mombin L.,  Sporophila funerea Sclater, 1859,  Sporophila nigricollis (Vieillot, 1823),  Sporophila schistacea Lawrence, 1862,  Stelgidopteryx ruficollis (Vieillot, 1817),  Stigmaphyllon aberrans C.E. Anderson,  Streptoprocne zonaris (Shaw, 1796),  Sturnira lilium (É. Geoffroy, 1810),  Synallaxis azarae d'Orbigny, 1835,  Synallaxis brachyura Lafresnaye, 1843,  Tachyphonus rufus (Boddaert, 1783),  Tangara episcopus (Linnaeus, 1766),  Tangara gyrola (Linnaeus, 1758),  Tangara vitriolina (Cabanis, 1850),  Tapera naevia (Linnaeus, 1766),  Taraba major (Vieillot, 1816),  Tetrorchidium rubrivenium Poepp.,  Thamnophilus multistriatus Lafresnaye, 1844,  Theristicus caudatus (Boddaert, 1783),  Thraupis palmarum (Wied, 1821),  Tiaris olivaceus (Linnaeus, 1766),  Tillandsia elongata Kunth,  Tillandsia juncea (Ruiz & Pav.) Poir.,  Tillandsia recurvata (L.) L.,  Tillandsia variabilis Schltdl.,  Todirostrum cinereum (Linnaeus, 1766),  Tolmomyias sulphurescens (Spix, 1825),  Tournefortia bicolor Sw.,  Tournefortia maculata Jacq.,  Trichanthera gigantea (Bonpl.) Nees,  Trichilia pallida Sw.,  Trichocentrum carthagenense (Jacq.) M.W. Chase & N.H. Williams,  Trichostigma octandrum (L.) H. Walter,  Triumfetta lappula L.,  Troglodytes aedon Vieillot, 1809,  Trophis caucana (Pittier) C.C. Berg,  Turdus ignobilis Sclater, PL, 1858,  Tyrannulus elatus (Latham, 1790),  Tyrannus melancholicus Vieillot, 1819,  Urera caracasana (Jacq.) Gaudich. ex Griseb.,  Vanellus chilensis (Molina, 1782),  Vasconcellea goudotiana Triana & Planch.,  Veniliornis kirkii (Malherbe, 1845),  Vernonanthura patens (Kunth) H. Rob.,  Vireo leucophrys (Lafresnaye, 1844),  Vireo olivaceus (Linnaeus, 1766),  Volatinia jacarina (Linnaeus, 1766),  Xiphorhynchus erythropygius (Sclater, 1859),  Xiphorhynchus triangularis (Lafresnaye, 1842),  Xylosma prunifolia (Kunth) Triana & Planch.,  Zanthoxylum fagara (L.) Sarg.,  Zanthoxylum gentryi Reynel,  Zanthoxylum rhoifolium Lam.,  Zanthoxylum rigidum Humb. & Bonpl. ex Willd.,  Zenaida auriculata (Des Murs, 1847),  Zimmerius chrysops (Sclater, 1859),  Zonotrichia capensis (Statius Müller, 1776)

Cobertura Temporal

Data Inicial / Data final 2018-02-13 / 2018-06-20

Dados Sobre o Projeto

Los Índices de Integridad Biológica (IIB) tienen en cuenta grupos naturales con alta capacidad de uso como indicadores de calidad ambiental, los cuales permiten descifrar factores ambientales tensionantes y ayudan a entender realidades complejas, a fin de mitigar los efectos de las intervenciones humanas sobre los ecosistemas naturales. En este sentido, el objetivo principal de esta investigación fue llevar a cabo el Análisis de Integridad Biológica para conocer el estado de conservación del Distrito Regional de Manejo Integrado RUT Nativos, teniendo en cuenta a los anfibios, reptiles, aves, mamíferos y plantas como bioindicadores.

Título Análisis de Integridad Biológica para el Distrito Regional de Manejo Integrado RUT Nativos_Convenio CVC- Univalle 108 de 2017
Financiamento Corporación Autónoma Regional del Valle del Cauca y Universidad del Valle
Descrição da Área de Estudo El Distrito Regional de Manejo Integrado RUT Nativos se encuentra en el noroccidente del departamento del Valle del Cauca, entre los municipios de Roldanillo, la Unión y Toro. La mayor parte del área se encuentra en la cuenca RUT abarcando los municipios de Roldanillo, La Unión y Toro, la cual limita al norte con las cuencas Chancos, Obando, Los Micos y las Cañas; por el oriente con el Río Cauca, por el occidente con Garrapatas y por el sur con la cuenca Pescador La zona de vida corresponde a Bosque Seco Tropical, con una altitud que varía entre los 900 y 1200 m, corresponde a la zona plana donde se concentran las zonas urbanas de Roldanillo, La Unión y Toro. Se caracteriza por una temperatura promedio de 23 °C y una precipitación media anual de 1.000 mm, presentando dos períodos de baja precipitación entre los meses enero-febrero y julio-agosto, y dos de alta precipitación entre abril-mayo y octubre-noviembre.
Descrição do Design Se realizaron cuatro jornada de campo, abarcado periodos de lluvia y sequía entre febrero y junio de 2018, las cuales tuvieron una duración de 9 días efectivos de muestreo. En esta zona se identificaron tres tipos de hábitat contrastantes: los bosques ribereños asociados a cuerpos de agua lóticos (BR), Arbustales y matorrales (AM) y el sistema Silvopastoril (SS), en los cuales se llevaron a cabo metodologías específicas a cada grupo biológico trabajado (anfibios, reptiles, aves, mamíferos y plantas). Con estos datos obtenidos en campo y con base en revisión de literatura secundaria se evaluaron los niveles de cada indicador y asi obtener un valor de integridad para las coberturas evaluadas.

O pessoal envolvido no projeto:

Wilmar Bolívar- García
Provedor dos Metadados
Rosa Alexandra Duque Londoño

Métodos de Amostragem

ANFIBIOS Y REPTILES Fase de campo: para la colecta de la herpetofauna en cada uno de los sitios de muestreo, se utilizó el método de transectas de banda estrecha, través de trayectos previamente establecidos de 80 m de longitud por 4 m de ancho. Los muestreos se llevaron a cabo en la mañana entre las 09:00-13:00 y en las horas de la noche entre las 19:00-23:00 horas. Para cada uno de los individuos colectados se llenó una ficha de campo en el que se registró información concerniente a la hora de captura así como datos ecológicos del sitio de encuentro para cada individuo AVES La técnica de muestreo empleada para este grupo biológico fue la observación directa o captura visual y la captura pasiva. • Captura visual u observación directa: se recorrieron senderos, bosques naturales y plantaciones. Se siguió la metodología de conteo por puntos de amplitud variable, la cual consiste en caminar lentamente y detenerse registrando los individuos visuales o auditivamente en cada punto esperando 10 minutos. Se seleccionaron 5 puntos en total, cada punto se ubicó cada 200 m para cubrir una longitud de 1 km para cada hábitat. Las actividades comportamentales como alimentación, percha, uso del hábitat (arborícola, arbustivo, terrestre, etc.) y tipo de alimento que consumen (insectos, vertebrados, frutos entre otros), fueron registradas. Los censos visuales se ejecutaron en las horas de la mañana entre las 06:00 y las 10:00 horas, y en la tarde entre las 16:00 y las 18:00 horas. • Captura pasiva: Se utilizaron en total seis redes de niebla con extensión de 12 x 2.5 m, con un ojo de malla de 16 mm y se ubicaron durante cuatro días en cada hábitat, sin embargo fueron reubicadas una vez dentro del mismo hábitat después de dos días con el fin de abarcar más área de estudio. Se realizaron revisiones cada hora con algunas excepciones media hora por la brizna, brisa de la niebla y el frío. Las redes operaron entre 6- 10 h y 14- 18h MAMÍFEROS VOLADORES Se utilizaron diez redes de niebla de 12 m de longitud, las cuales operaron entre las 18:00 y 22:00 horas abarcando el primer pico de actividad de los quirópteros. Las redes eran revisadas casa hora y se ubicaron en posibles sitios de paso para los murciélagos, como en senderos, bordes y claros de bosque. De cada individuo capturado se registró especie, sexo y edad, y posteriormente los individuos fueron liberados. El listado taxonómico de especies se realizó siguiendo la propuesta de Gardner 2007, con los ajustes realizados por Ramírez-Chaves et al. 2016 para los mamíferos de Colombia MAMÍFEROS TERRESTRES En cada cobertura fueron empleadas un total de 70 trampas (60 Sherman y 10 National) ubicadas a lo largo de transectos y espaciadas aproximadamente cada 10 metros (Figura 8A y B). La cantidad de transectos por zonas fue diferente ajustándose al relieve del sitio de trabajado, y la accesibilidad del mismo. Se utilizaron dos tipos de cebo: 1) maíz trillado con sardina en salsa de tomate y 2) avena con esencia de vainilla, maduro y papaya Adicionalmente, se instaló de manera simultánea una cámara trampa en cada zona de muestreo, la cual operó durante 7 días efectivos (Figura 8.D). Cada uno de los individuos capturados fue identificado a la menor categoría posible, fotografiado y se registraron datos de: sexo, peso y medidas morfológicas (longitud total, longitud pata, longitud oreja, longitud cola, etc.); posteriormente los individuos fueron liberados. PLANTAS Se caracterizó la flora vascular de cada cobertura vegetal o ecosistema escogido en el área protegida, en términos de la composición y estructura de la vegetación de cada sitio muestreado y el potencial de regeneración. Para la medición de la estructura de la flora leñosa de cada cobertura vegetal o ecosistema de la reserva, se siguió la metodología de cinturón de Gentry (1982). En cada cobertura se realizaron transectos lineales de 50 m de largo por 2 m de ancho para un área total muestreada por transecto de 100 m2. Para ello se usó una cuerda de 50 m seccionada cada 10 m, y se proyectó 1 m a cada lado de ésta con una vara. Se registró el CAP (circunferencia a la altura del pecho) y la altura total de los rametos de los individuos leñosos (i.e. árbol, arbusto y liana) que presentaron un DAP (diámetro a la altura del pecho) ≥ 2,5 m medido a 1,3 m de altura desde el suelo, y el hábito de crecimiento. El CAP se tomó con una cinta métrica y la altura se estimó a ojo. Para la medición del potencial de regeneración de la flora leñosa de cada cobertura vegetal o ecosistema, se realizaron cuatro (4) parcelas de 1 m2 en el área adyacente a cada transecto trazado en la medición de la estructura vegetal. Cada parcela se ubicó con una distancia entre ellas de 10 m, con lo cual la primera parcela estuvo en los primeros 10 m del transecto, la segunda a los 20 m, la tercera a los 30 m y la última a los 40 m. Se registraron las plántulas y juveniles

Área de Estudo El Distrito Regional de Manejo Integrado RUT Nativos se encuentra en el noroccidente del departamento del Valle del Cauca, entre los municipios de Roldanillo, la Unión y Toro. La mayor parte del área se encuentra en la cuenca RUT abarcando los municipios de Roldanillo, La Unión y Toro, la cual limita al norte con las cuencas Chancos, Obando, Los Micos y las Cañas; por el oriente con el Río Cauca, por el occidente con Garrapatas y por el sur con la cuenca Pescador (CVC & Fundación Trópico 2014) (Mapa 1). La zona de vida corresponde a Bosque Seco Tropical (Holdridge 1947), con una altitud que varía entre los 900 y 1200 m, corresponde a la zona plana donde se concentran las zonas urbanas de Roldanillo, La Unión y Toro. Se caracteriza por una temperatura promedio de 23 °C y una precipitación media anual de 1.000 mm, presentando dos períodos de baja precipitación entre los meses enero-febrero y julio-agosto, y dos de alta precipitación entre abril-mayo y octubre-noviembre.

Descrição dos passos do método:

  1. La matriz de priorización y evaluación de la integridad biológica de los hábitats evaluados en la Reserva Forestal Protectora de Bitaco, ubicada en la cuenca del río Bitaco, estima y discrimina las diferentes variables de estado identificadas como indicadoras “biológicas” en los usos de tierra que conforman la línea de base. Está conformada por una matriz de análisis multinivel, en la que se registra a través de una jerarquía secuencial de mayor a menor, las variables de estado más significativas “niveles”; y que además condicionan el tipo, la riqueza, la distribución, la vulnerabilidad, las exigencias ecológicas y la abundancia de los indicadores determinados en los sistemas de estudio Esta matriz posee una sección de “entrada” que está constituida por los datos obtenidos en campo y analizados de cada uno de los grupos seleccionados como indicadores biológicos, según el protocolo de monitoreo propuesto. De igual forma posee una sección de salida, conformada por la valoración numérica de los indicadores evaluados para cada uno de los hábitats o sistemas analizados. Los niveles de análisis y valoración de los indicadores biológicos evaluados en las diferentes unidades de paisaje, han sido escogidos y jerarquizados en una matriz de importancia teniendo en cuenta información primaria y secundaria. Los datos ingresados en la matriz son producto de analizar la información generada en campo por cada grupo bioindicador evaluado y sobre cada una de las variables de estado que contempla. Desde el inicio y a medida que se avanza sobre esta, cada uno de los niveles o variables de estado confronta la información obtenida con las distintas categorías que para cada grupo bioindicador se ha asumido como discriminantes y puntúa un valor de referencia para dicho carácter sobre el nivel especifico.

Dados de Coleção

Nome da Coleção Colección de Prácticas Zoológicas Universidad del Valle
Métodos de preservação do espécime Álcool,  Seco e prensado,  Montado com alfinetes

Metadados Adicionais

Identificadores alternativos 10.15472/xipjew
https://ipt.biodiversidad.co/sib/resource?r=cvc108_rut