Análisis de Integridad Biológica para el Distrito de Conservación de Suelos Cañón del Río Grande. Convenio CVC- Univalle 108 de 2017

Última versión Publicado por Universidad del Valle en Feb 8, 2019 Universidad del Valle

Los Índices de Integridad Biológica (IIB) tienen en cuenta grupos naturales con alta capacidad de uso como indicadores de calidad ambiental, los cuales permiten descifrar factores ambientales tensionantes y ayudan a entender realidades complejas, a fin de mitigar los efectos de las intervenciones humanas sobre los ecosistemas naturales. En este sentido, el objetivo principal de esta investigación fue llevar a cabo el Análisis de Integridad Biológica para conocer el estado de conservación del Distrito de Conservación del Suelos Cañón del Río Grande, teniendo en cuenta a los anfibios, reptiles, aves, mamíferos y plantas como bioindicadores.

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Corporación Autónoma Regional del Valle del Cauca - CVC y Universidad del Valle (2018): Análisis de Integridad Biológica en el Distrito de Conservación de Suelos Cañón del Río Grande. Convenio 108 de 2017. Universidad del Valle. Disponible en: https://doi.org/10.15472/fzqy9a

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Palabras Clave

Occurrence; Observation; Integridad; ecologia; areaProtegida; bioindicador

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Investigador Principal
Wilmar Bolívar- García
Investigador principal
Universidad del Valle Calle 13 # 100-00 Cali Valle del Cauca CO
Proveedor de los Metadatos
Rosa Alexandra Duque Londoño
Interventoría
Corporación Autónoma Regional del Valle del Cauca Cra. 56 #11 - 36 Cali Valle del Cauca CO

Cobertura Geográfica

Colombia, Departamento Valle del Cauca, Municipio Restrepo, vereda Román; Distrito de Conservación de Suelos Cañón del Río Grande.

Coordenadas límite Latitud Mínima Longitud Mínima [3.78, -76.658], Latitud Máxima Longitud Máxima [3.783, -76.523]

Cobertura Taxonómica

Para el grupo de las plantas se censaron 404 ejemplares pertenecientes a 55 especies, 27 familias y 44 géneros. Las familias más representadas fueron Rubiaceae, Lauracea, Annonaceae, Araliaceae, Melastomataceae y Moraceae. En el grupo de aves se registraron 14 órdenes, 33 familias , 114 especies y 638 individuos. El orden con mayor número de especies fue Passeriformes, seguido de Apodiformes y Piciformes. Se registraron un total de seis especies de Anfibios pertenecientes a las familias Craugastoridae y Bufonidae. Finalmente, el trabajo en campo realizado para el grupo de mamíferos voladores y terrestres dio como resultado la captura de 34 individuos pertenecientes a 11 especies, seis familias y cuatro órdenes. Las familias más representadas fueron Phyllostomidae y Cricetidae.

Familia  Gesneriaceae,  Poaceae,  Polypodiaceae,  Solanaceae,  Triuridaceae
Subfamilia  Miconia affinis DC.
Género  Baccharis,  Blechnum,  Bunchosia,  Burmeistera,  Chusquea,  Clibadium,  Clusia,  Cyperus,  Elaeagia,  Eugenia,  Guarea,  Guatteria,  Hyptis,  Inga,  Miconia,  Monstera,  Palicourea,  Paspalum,  Peperomia,  Philodendron,  Piper,  Psychotria,  Schefflera,  Selaginella,  Solanum,  Spermacoce,  Sporobolus,  Vernonanthura,  Xanthosoma
Grupo de especies  Galium hypocarpium (L.) Endl. ex Griseb.,  Herpetotheres cachinnans (Linnaeus, 1758)
Infragenericname  Hillia parasitica Jacq.
Especie  Aciotis purpurascens (Aubl.) Triana,  Adelomyia melanogenys (Fraser, 1840),  Amazilia franciae (Bourcier & Mulsant, 1846),  Amazilia grayi (DeLattre & Bourcier, 1846),  Amazilia saucerottei (DeLattre & Bourcier, 1846),  Amazilia tzacatl (de la Llave, 1833),  Aniba perutilis Hemsl.,  Annona cherimolioides Triana & Planch.,  Anthurium giraldoi Croat,  Anthurium subcarinatum Engl.,  Arremon brunneinucha (Lafresnaye, 1839),  Arthrostemma ciliatum Pav. ex D. Don,  Artibeus lituratus (Olfers, 1818),  Asteraceae,  Atlapetes albinucha (Lafresnaye & D'Orbigny, 1838),  Aulacorhynchus haematopygus (Gould, 1835),  Banara guianensis Aubl.,  Basileuterus culicivorus (Deppe, 1830),  Basileuterus tristriatus (von Tschudi, 1844),  Begonia cucullata Willd.,  Beilschmiedia costaricensis (Mez & Pittier) C.K.Allen,  Besleria solanoides Kunth,  Boehmeria ramiflora Jacq.,  Bothriechis schlegelii (Berthold, 1846),  Brosimum utile (Kunth) Oken,  Browallia americana L.,  Calliphlox mitchellii (Bourcier, 1847),  Cardellina canadensi (Linnaeus, 1766),  Carollia brevicauda (Schinz, 1821),  Carollia perspicillata (Linnaeus, 1758),  Casearia arborea (Rich.) Urb.,  Castilleja arvensis Schltdl. & Cham.,  Catharus ustulatus (Nuttall, 1840),  Cecropia obtusifolia Bertol.,  Centrosema plumieri (Turpin ex Pers.) Benth.,  Cerdocyon thous (Linnaeus, 1766),  Chaetocercus mulsant (Bourcier, 1843),  Chalybura buffonii (Lesson, 1832),  Chamaedorea pinnatifrons (Jacq.) Oerst.,  Chamaepetes goudotii (Lesson, 1828),  Chlorophanes spiza (Linnaeus, 1758),  Chlorostilbon melanorhynchus Gould, 1860,  Choloepus hoffmanni W. Peters, 1858,  Chordeiles minor (Forster, JR, 1771),  Chrysochlamys dependens Planch. & Triana,  Ciccaba virgata (Cassin, 1850),  Clidemia capitellata (Bonpl.) D. Don,  Clusia alata Planch. & Triana,  Coeligena coeligena (Lesson, 1833),  Coffea arabica L.,  Colaptes rubiginosus (Swainson, 1820),  Columbina passerina (Linnaeus, 1758),  Columbina talpacoti (Temminck, 1809),  Columnea purpurata Hanst.,  Commelina diffusa Burm. f.,  Cranioleuca erythrops (Sclater, PL, 1860),  Cremosperma hirsutissimum Benth.,  Crotophaga ani Linnaeus, 1758,  Crypturellus soui (Hermann, 1783),  Cuphea racemosa (L.f.) Spreng.,  Cyanocorax yncas (Boddaert, 1783),  Cyathea acutidens (Christ) Domin,  Cyathea caracasana (Klotzsch) Domin,  Cyathea ebenina H. Karst.,  Cyclarhis nigrirostris Lafresnaye, 1842,  Dendropanax arboreus (L.) Decne. & Planch.,  Dendropsophus columbianus (Boettger, 1892),  Desmodium adscendens (Sw.) DC.,  Dysithamnus mentalis (Temminck, 1823),  Elaenia flavogaster (Thunberg, 1822),  Eleutheranthera tenella (Kunth) H.Rob.,  Emilia fosbergii Nicolson,  Erechtites valerianifolius (Link ex Spreng.) DC.,  Eubucco bourcierii (Lafresnaye, 1845),  Euphonia laniirostris D'Orbigny & Lafresnaye, 1837,  Euphorbia cestrifolia Kunth,  Faramea glandulosa Poepp. & Endl.,  Ficus americana Aubl.,  Ficus velutina Humb. & Bonpl. ex Willd.,  Florisuga mellivora (Linnaeus, 1758),  Forpus conspicillatus (Lafresnaye, 1848),  Geranoaetus albicaudatus (Vieillot, 1816),  Guadua angustifolia Kunth,  Guatteria cargadero Triana & Planch.,  Guettarda crispiflora Vahl,  Handleyomys alfaroi (J.A. Allen, 1891),  Haplophaedia aureliae (Bourcier & Mulsant, 1846),  Hedyosmum bonplandianum Kunth,  Henicorhina leucophrys (von Tschudi, 1844),  Henicorhina leucosticta (Cabanis, 1847),  Hylocharis grayi (DeLattre & Bourcier, 1846),  Hylophilus semibrunneus (Lafresnaye, 1845),  Hypodactylus mantipus (Boulenger, 1908),  Hypoxis decumbens L.,  Hyptis spicigera Lam.,  Icterus chrysater (Lesson, 1844),  Icterus nigrogularis (Hahn, 1819),  Inga acreana Harms,  Inga oerstediana Benth. ex Seem.,  Kyllinga pumila Michx.,  Lacistema aggregatum (P.J.Bergius) Rusby,  Ladenbergia obovata L. Andersson,  Lantana camara L.,  Lantana trifolia L.,  Legathus leucophaius (Vieillot, 1818),  Leiothlypis peregrina (Wilson, 1811),  Lepidocolaptes souleyetii (Des Murs, 1849),  Leptodeira septentrionalis (Kennicott, 1859),  Leptotila plumbeiceps Sclater & Salvin, 1868,  Licaria applanata van der Werff,  Lycopodium clavatum L.,  Malacoptila mystacalis (Lafresnaye, 1850),  Malaxis andicola (Ridl.) Kuntze,  Melochia pyramidata L.,  Melothria pendula L.,  Meriania speciosa (Bonpl.) Naudin,  Miconia aff. dodecandra Cogn.,  Miconia coronata (Bonpl.) DC.,  Milvago chimachima (Vieillot, 1816),  Mimosa albida Humb. & Bonpl. ex Willd.,  Mionectes striaticollis (D'Orbigny & Lafresnaye, 1837),  Mniotilta varia (Linnaeus, 1766),  Momotus aequatorialis Gould, 1858,  Mus musculus Linnaeus, 1758,  Myadestes ralloides (D'Orbigny, 1840),  Myiarchus apicalis Sclater & Salvin, 1881,  Myioborus miniatus (Swainson, 1827),  Myiodynastes chrysocephalus (von Tschudi, 1844),  Myiothlypis luteoviridis (Bonaparte, 1845),  Myiozetetes cayanensis (Linnaeus, 1766),  Myrcia popayanensis Hieron.,  Myrmotherula schisticolor (Lawrence, 1865),  Myrsine latifolia (Ruiz & Pav.) Spreng.,  Neacomys tenuipes Thomas, 1900,  Nephelomys pectoralis (J.A. Allen, 1912),  Ocotea macrophylla Kunth,  Ocotea oblonga (Meisn.) Mez,  Ortalis columbiana Hellmayr, 1906,  Oxalis corniculata L.,  Pachyramphus polychopterus (Vieillot, 1818),  Pachyramphus versicolor (Hartlaub, 1843),  Palicourea angustifolia Kunth,  Parthenium hysterophorus L.,  Passiflora alnifolia Kunth,  Passiflora arborea Spreng.,  Patagioenas cayennensis (Bonnaterre, 1792),  Patagioenas fasciata Say, 1823,  Pavonia fruticosa (Mill.) Fawc. & Rendle,  Pavonia paniculata Cav.,  Persea americana Mill.,  Phaethornis guy (Lesson, 1833),  Phaethornis syrmatophorus Gould, 1852,  Pheucticus ludovicianus (Linnaeus, 1766),  Pheugopedius mystacalis Sclater, PL, 1860,  Philodendron grex Pteromischum Schott,  Phyllanthus niruri L.,  Piaya cayana (Linnaeus, 1766),  Picoides fumigatus (D'Orbigny, 1840),  Picumnus granadensis Lafresnaye, 1847,  Pionus chalcopterus (Fraser, 1841),  Pionus menstruus (Linnaeus, 1766),  Piper aduncum L.,  Piper crassinervium Kunth,  Piper imperiale (Miq.) C.DC.,  Pipraeidea melanonota (Vieillot, 1819),  Piranga flava (Vieillot, 1822),  Piranga rubra (Linnaeus, 1758),  Pitangus sulphuratus (Linnaeus, 1766),  Plantago australis Lam.,  Polygala paniculata L.,  Potos flavus (Schreber, 1774),  Prestoea acuminata (Willd.) H.E.Moore,  Pristimantis erythropleura (Boulenger, 1896),  Pristimantis juanchoi (Lynch, 1996),  Pristimantis palmeri (Boulenger, 1912),  Pseudelephantopus spicatus (Juss. ex Aubl.) C.F. Baker,  Psidium guajava L.,  Psidium guineense Sw.,  Psittacara wagleri (Gray, GR, 1845),  Pteridium arachnoideum (Kaulf.) Maxon,  Pygochelidon cyanoleuca (Vieillot, 1817),  Ramphocelus flammigerus (Jardine & Selby, 1833),  Rattus rattus (Linnaeus, 1758),  Renealmia aromatica (Aubl.) Griseb.,  Rhinella horribilis (Wiegmann, 1833),  Richardia scabra L.,  Rubus glaucus Benth.,  Rupornis magnirostris (Gmelin, 1788),  Saltator atripennis Sclater, 1856,  Saltator striatipectus Lafresnaye, 1847,  Saurauia brachybotrys Turcz.,  Schefflera ferruginea (Willd. ex Schult.) Harms,  Setophaga fusca (Statius Muller, 1776),  Sibon nebulatus (Linnaeus, 1758),  Sicalis flaveola (Linnaeus, 1766),  Sida rhombifolia L.,  Sida spinosa L.,  Siparuna aspera (Ruiz & Pav.) A. DC.,  Solanum acerifolium Dunal,  Solanum quitoense Lam.,  Spinus psaltria (Say, 1823),  Spirotheca rosea (Seem.) P.E. Gibbs & W.S. Alverson,  Sporophila nigricollis (Vieillot, 1823),  Stachytarpheta cayennensis (Rich.) Vahl,  Stelgidopteryx ruficollis (Vieillot, 1817),  Strabomantis ruizi (Lynch, 1981),  Streptoprocne zonaris (Shaw, 1796),  Synallaxis azarae D'Orbigny, 1835,  Tachyphonus rufus (Boddaert, 1783),  Tangara arthus Lesson, 1832,  Tangara cyanicollis (D'Orbigny & Lafresnaye, 1837),  Tangara episcopus (Linnaeus, 1766),  Tangara gyrola (Linnaeus, 1758),  Tangara ruficervix (Prévost & des Murs, 1846),  Tangara vitriolina (Cabanis, 1850),  Tapera naevia (Linnaeus, 1766),  Thalurania colombica (Bourcier, 1843),  Thamnophilus multistriatus Lafresnaye, 1844,  Tiaris olivaceus (Linnaeus, 1766),  Todirostrum cinereum (Linnaeus, 1766),  Toxicodendron striatum (Ruiz & Pav.) Kuntze,  Triumfetta semitriloba Jacq.,  Troglodytes aedon Vieillot, 1809,  Trogon collaris Vieillot, 1817,  Trogon personatus Gould, 1842,  Turdus fuscater D'Orbigny & Lafresnaye, 1837,  Turdus ignobilis Sclater, PL, 1858,  Tyrannus melancholicus Vieillot, 1819,  Urochloa decumbens (Stapf) R.D.Webster,  Vismia baccifera (L.) Planch. & Triana,  Vitis tiliifolia Humb. & Bonpl. ex Schult.,  Volatinia jacarina (Linnaeus, 1766),  Xiphorhynchus erythropygius (Sclater, PL, 1860),  Xiphorhynchus triangularis (Lafresnaye, 1842),  Zimmerius chrysops (Sclater, PL, 1859),  Zonotrichia capensis (Statius Müller, 1776)

Cobertura Temporal

Fecha Inicial / Fecha Final 2017-10-04 / 2018-07-27

Datos del Proyecto

Los Índices de Integridad Biológica (IIB) tienen en cuenta grupos naturales con alta capacidad de uso como indicadores de calidad ambiental, los cuales permiten descifrar factores ambientales tensionantes y ayudan a entender realidades complejas, a fin de mitigar los efectos de las intervenciones humanas sobre los ecosistemas naturales. En este sentido, el objetivo principal de esta investigación fue llevar a cabo el Análisis de Integridad Biológica para conocer el estado de conservación del Distrito de Conservación de Suelos Cañón del Río Grande, teniendo en cuenta a los anfibios, reptiles, aves, mamíferos y plantas como bioindicadores.

Título Análisis de Integridad Biológica para el Distrito de Conservación de Suelos Cañón del Río Grande
Fuentes de Financiación Universidad del Valle, Corporación Autónoma Regional del Valle del Cauca (CVC)
Descripción del Área de Estudio El área correspondiente al Distrito de Conservación de Suelos Cañón del Río Grande cuenta con una extensión de 10.728,08 ha y se ubica en los municipios de Dagua (40,4%), La Cumbre (31,9%), Restrepo (20,4%) y Vijes (7,3 %). Esta área protegida hace parte del Chocó biogeográfico y se ubica en el enclave subxerofítico del cañón del río Dagua. Dada su amplia extensión incluye un rango altitudinal que abarca desde los 700 m s.n.m en el municipio de Dagua (vía Dagua- Loboguerrero) hasta los 1700 m s.n.m en los bosques de Román y Bachué del municipio de Restrepo (GAIA & CVC 2013, 2015). El Distrito hace parte de la cuenca alta del río Dagua y se ubica en las subcuencas de los ríos Grande y Bitaco. En esta área se encuentran dos tipos de biomas: Orobioma azonal y Orobioma bajo de los andes.

Personas asociadas al proyecto:

Investigador Principal
Wilmar Bolívar- García
Proveedor de los Metadatos
Rosa Alexandre Duque Londoño

Métodos de Muestreo

ANFIBIOS Y REPTILES Fase de campo: para la colecta de la herpetofauna en cada uno de los sitios de muestreo, se utilizó el método de transectas de banda estrecha, través de trayectos previamente establecidos de 80 m de longitud por 4 m de ancho. Los muestreos se llevaron a cabo en la mañana entre las 09:00-13:00 y en las horas de la noche entre las 19:00-23:00 horas. Para cada uno de los individuos colectados se llenó una ficha de campo en el que se registró información concerniente a la hora de captura así como datos ecológicos del sitio de encuentro para cada individuo AVES La técnica de muestreo empleada para este grupo biológico fue la observación directa o captura visual y la captura pasiva. • Captura visual u observación directa: se recorrieron senderos, bosques naturales y plantaciones. Se siguió la metodología de conteo por puntos de amplitud variable, la cual consiste en caminar lentamente y detenerse registrando los individuos visuales o auditivamente en cada punto esperando 10 minutos. Se seleccionaron 5 puntos en total, cada punto se ubicó cada 200 m para cubrir una longitud de 1 km para cada hábitat. Las actividades comportamentales como alimentación, percha, uso del hábitat (arborícola, arbustivo, terrestre, etc.) y tipo de alimento que consumen (insectos, vertebrados, frutos entre otros), fueron registradas. Los censos visuales se ejecutaron en las horas de la mañana entre las 06:00 y las 10:00 horas, y en la tarde entre las 16:00 y las 18:00 horas. • Captura pasiva: Se utilizaron en total seis redes de niebla con extensión de 12 x 2.5 m, con un ojo de malla de 16 mm y se ubicaron durante cuatro días en cada hábitat, sin embargo fueron reubicadas una vez dentro del mismo hábitat después de dos días con el fin de abarcar más área de estudio. Se realizaron revisiones cada hora con algunas excepciones media hora por la brizna, brisa de la niebla y el frío. Las redes operaron entre 6- 10 h y 14- 18h MAMÍFEROS VOLADORES Se utilizaron diez redes de niebla de 12 m de longitud, las cuales operaron entre las 18:00 y 22:00 horas abarcando el primer pico de actividad de los quirópteros. Las redes eran revisadas casa hora y se ubicaron en posibles sitios de paso para los murciélagos, como en senderos, bordes y claros de bosque. De cada individuo capturado se registró especie, sexo y edad, y posteriormente los individuos fueron liberados. El listado taxonómico de especies se realizó siguiendo la propuesta de Gardner 2007, con los ajustes realizados por Ramírez-Chaves et al. 2016 para los mamíferos de Colombia MAMÍFEROS TERRESTRES En cada cobertura fueron empleadas un total de 70 trampas (60 Sherman y 10 National) ubicadas a lo largo de transectos y espaciadas aproximadamente cada 10 metros (Figura 8A y B). La cantidad de transectos por zonas fue diferente ajustándose al relieve del sitio de trabajado, y la accesibilidad del mismo. Se utilizaron dos tipos de cebo: 1) maíz trillado con sardina en salsa de tomate y 2) avena con esencia de vainilla, maduro y papaya Adicionalmente, se instaló de manera simultánea una cámara trampa en cada zona de muestreo, la cual operó durante 7 días efectivos (Figura 8.D). Cada uno de los individuos capturados fue identificado a la menor categoría posible, fotografiado y se registraron datos de: sexo, peso y medidas morfológicas (longitud total, longitud pata, longitud oreja, longitud cola, etc.); posteriormente los individuos fueron liberados. PLANTAS Se caracterizó la flora vascular de cada cobertura vegetal o ecosistema escogido en el área protegida, en términos de la composición y estructura de la vegetación de cada sitio muestreado y el potencial de regeneración. Para la medición de la estructura de la flora leñosa de cada cobertura vegetal o ecosistema de la reserva, se siguió la metodología de cinturón de Gentry (1982). En cada cobertura se realizaron transectos lineales de 50 m de largo por 2 m de ancho para un área total muestreada por transecto de 100 m2. Para ello se usó una cuerda de 50 m seccionada cada 10 m, y se proyectó 1 m a cada lado de ésta con una vara. Se registró el CAP (circunferencia a la altura del pecho) y la altura total de los rametos de los individuos leñosos (i.e. árbol, arbusto y liana) que presentaron un DAP (diámetro a la altura del pecho) ≥ 2,5 m medido a 1,3 m de altura desde el suelo, y el hábito de crecimiento. El CAP se tomó con una cinta métrica y la altura se estimó a ojo. Para la medición del potencial de regeneración de la flora leñosa de cada cobertura vegetal o ecosistema, se realizaron cuatro (4) parcelas de 1 m2 en el área adyacente a cada transecto trazado en la medición de la estructura vegetal. Cada parcela se ubicó con una distancia entre ellas de 10 m, con lo cual la primera parcela estuvo en los primeros 10 m del transecto, la segunda a los 20 m, la tercera a los 30 m y la última a los 40 m. Se registraron las plántulas y juveniles

Área de Estudio El área correspondiente al Distrito de Conservación de Suelos Cañón del Río Grande cuenta con una extensión de 10.728,08 ha y se ubica en los municipios de Dagua (40,4%), La Cumbre (31,9%), Restrepo (20,4%) y Vijes (7,3 %). Esta área protegida hace parte del Chocó biogeográfico y se ubica en el enclave subxerofítico del cañón del río Dagua. Dada su amplia extensión incluye un rango altitudinal que abarca desde los 700 m s.n.m en el municipio de Dagua (vía Dagua- Loboguerrero) hasta los 1700 m s.n.m en los bosques de Román y Bachué del municipio de Restrepo (GAIA & CVC 2013, 2015). El Distrito hace parte de la cuenca alta del río Dagua y se ubica en las subcuencas de los ríos Grande y Bitaco. En esta área se encuentran dos tipos de biomas: Orobioma azonal y Orobioma bajo de los andes.

Descripción de la metodología paso a paso:

  1. La matriz de priorización y evaluación de la integridad biológica de los hábitats evaluados en la Reserva Forestal Protectora de Bitaco, ubicada en la cuenca del río Bitaco, estima y discrimina las diferentes variables de estado identificadas como indicadoras “biológicas” en los usos de tierra que conforman la línea de base. Está conformada por una matriz de análisis multinivel, en la que se registra a través de una jerarquía secuencial de mayor a menor, las variables de estado más significativas “niveles”; y que además condicionan el tipo, la riqueza, la distribución, la vulnerabilidad, las exigencias ecológicas y la abundancia de los indicadores determinados en los sistemas de estudio Esta matriz posee una sección de “entrada” que está constituida por los datos obtenidos en campo y analizados de cada uno de los grupos seleccionados como indicadores biológicos, según el protocolo de monitoreo propuesto. De igual forma posee una sección de salida, conformada por la valoración numérica de los indicadores evaluados para cada uno de los hábitats o sistemas analizados. Los niveles de análisis y valoración de los indicadores biológicos evaluados en las diferentes unidades de paisaje, han sido escogidos y jerarquizados en una matriz de importancia teniendo en cuenta información primaria y secundaria. Los datos ingresados en la matriz son producto de analizar la información generada en campo por cada grupo bioindicador evaluado y sobre cada una de las variables de estado que contempla. Desde el inicio y a medida que se avanza sobre esta, cada uno de los niveles o variables de estado confronta la información obtenida con las distintas categorías que para cada grupo bioindicador se ha asumido como discriminantes y puntúa un valor de referencia para dicho carácter sobre el nivel especifico.

Datos de la Colección

Nombre de la Colección Colección de Prácticas Zoológicas- Universidad del Valle
Métodos de preservación de los ejemplares Alcohol,  Secado y prensado,  Montado con alfileres

Metadatos Adicionales

Identificadores Alternativos 10.15472/fzqy9a
https://ipt.biodiversidad.co/sib/resource?r=cvc108_riogrande